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DS ^TM 5000

M1111/M1112

60 次 /60 次 ×5

建议上样量

3-5 µl/ 次。可根据上样孔大小选择合适上样量。

DS ^TM 5000 已预混上样缓冲液，可直接进行电泳分析。

建议电泳条件

8 cm  1 % 琼脂糖凝胶，

1×TAE ， 7 V/cm ， 45 min 。

保存

常温保存 3 个月，长期保存请置于 -20℃ 。

各条带含量

指示带      150 ng/5µl

非指示带    75 ng/5µl

产品说明

DS ^TM 5000 由 9 条双链线状 DNA 片段混合而成，适用于确定 100 bp 至 5 kb 的线性双链 DNA 片段大小，指示带为 1000 bp ，便于电泳后观察。每条带都通过严格的物理定量，可用于测定目的片段的大小和含量。

产品浓度为 150 ng/µl 。

条带组成（ bp ）

100 、 250 、 500 、 750 、 1,000 、 1,500 、 2,000 、 3,000 、 5,000

注意事项

●请选择高品质的琼脂糖，并及时更换电泳缓冲液。溶胶不充分会导致因胶浓度不均而出现电泳条带异常；陈旧的缓冲液离子缓冲能力不足，可能导致 Marker 条带泳动缓慢，并伴随弥散现象。

●胶浓度、电压、电泳时间是影响 DNA 片段分离的主要因素，为获得最佳电泳分离效果，建议按照东盛推荐的条件进行电泳分析。

●上样量的多少取决于样品的浓度与加样孔的大小。由于东盛 Marker 的浓度较高，通常对于宽 3mm （厚 0.75-1mm ）的加样孔，建议上样 2-3 μl ，对于宽 5mm （厚 0.75-1.5mm ）的加样孔，建议上样 4-6 μl 。过多的上样量可能导致条带相互挤压，分散不充分，跑不开，影响条带分离效果。

●使用本产品进行定量分析时，可将目的片段做梯度上样，选择亮度与 Marker 条带最为接近的片段进行分析。

●进行 PAGE 胶电泳分析时，建议取 0.5-1 μl Marker 并用 1 × loading buffer 稀释到适当体积上样。

● 对于非变性凝胶电泳， Marker 是否需要 DNA 变性 ?

答：本公司 Marker 产品中只有 Lambda DNA Marker 为质粒酶切产物，在电泳上样前如加热处理可获得最佳效果，其余产品均不需点样前加热处理；另外电压太高也会使凝胶过热和 DNA 变性造成带型异常。

● 当 DNA 停留在凝胶点样孔处时该怎么办？

答：检查胶浓度是否在适合分离 DNA 片段的范围，点样孔是否高质，确保电泳的正负极正确，检查电泳缓冲液是否具有缓冲能力，确保 DNA 样品的纯度，如进行 PCR 产物的纯化，确保样本中没有或只存在少量的 DNA 结合蛋白或其他可与 DNA 结合的化合物。

● 为什么 DNA 条带不理想？

答：影响电泳条带的因素很多，如凝胶种类或浓度不合适，质量不佳；上样量过多或过少；样本的纯度不高，盐浓度过高；电泳缓冲液缓冲能力不足，有核酸酶污染；电泳条件不正确；染色不充分或不均匀；跑胶后没有及时拍照。

● 为什么定量数据不正确以及如何准确定量样品？

答：样品和 Marker 的上样条件不同，参考条带不正确，凝胶的不均匀染色或背景过高都会干扰凝胶定量结果。样品 DNA 和 Marker DNA 在电泳前选用相同的上样染料处理，调整样品浓度，使其在凝胶中的含量与分子量最接近标准 DNA 条带，样品 DNA 和 Marker 的上样体积尽量接近，样品用 1 ×上样缓冲液稀释；定量时以分子量最接近的标准条带为参照物，分析样品条带的含量；利用凝胶图像分析软件，如 SensiAnsys 可对 DNA 进行准确定量，比目测条带方法更精确。

● 为什么在变性聚丙烯酰胺 / 尿素凝胶里电泳时会出现杂带？

答：一般来说，双链 DNA Marker 不推荐用于变性电泳，否则会产生非正常带型，即出现所谓的杂带。这种出现异型带的现象，在 100 bp 以下的条带极易发生。当您的实验不可避免的要使用变性聚丙烯酰胺 / 尿素凝胶进行电泳时，博乐体育官网(中国)集团官方网建议，将样品和 Marker 选用同样的变性上样缓冲液进行变性处理后上样，以消除二级结构。